Изучение параметров экстракции, количественного выхода полисахаридов и антиоксидантной активности психрофильных микроводорослей и цианобактерий

Экзополисахариды и эндополисахариды являются основными составляющими антиоксидантного комплекса психрофильных микроводорослей и цианобактерий. Для извлечения данных соединений из клетки требуются высокие затраты энергии или большое количество химических веществ из-за неподатливости, сложности и разнообразия клеточной стенки микроводорослей. Целью данной работы являлось изучение количественного выхода полисахаридов в зависимости от мощности ультразвука и продолжительности экстракции, а также определение антиоксидантной активности антиоксидантного комплекса психрофильных микроводорослей и цианобактерий. Для выявления антиоксидантных свойств комплексов, полученных из биомассы микроскопических водорослей, использовали метод, основанный на измерении оптической плотности (в жидкой питательной среде), метод определения антиоксидантной активности исследуемых образцов по их способности восстанавливать свободные радикалы. В результате проведенных исследований установлены рациональные условия экстракции антиоксидантного комплекса из культуральной жидкости и связанных с клетками психрофильных микроводорослей и цианобактерий Skeletonema pseudocostatum, Thalassiosira pseudonana, Fragilariopsis kerguelensis, Aphanizomenon gracile и Anabaena cylindrica. Установлено, что для экстракции экзополисахаридов психрофильных микроводорослей и цианобактерий Skeletonema pseudocostatum, Thalassiosira pseudonana, Fragilariopsis kerguelensis, Aphanizomenon gracile и Anabaena cylindrica используется этанольная экстракция с модулем экстракции 1:2 и температурой экстракции 5 °С. Изучена способность психрофильных микроводорослей и цианобактерий Skeletonema pseudocostatum, Thalassiosira pseudonana, Fragilariopsis kerguelensis, Aphanizomenon gracile и Anabaena cylindrica продуцировать антиоксидантный комплекс. Установлено, что в состав данного комплекса входят полисахариды: эндо- и экзополисахариды. Способность психрофильных микроводорослей и цианобактерий Skeletonema pseudocostatum, Thalassiosira pseudonana, Fragilariopsis kerguelensis, Aphanizomenon gracile и Anabaena cylindrica продуцировать антиоксидантный комплекс доказана наличием значительной антиоксидантной активности психрофильных микроводорослей и цианобактерий, определенной методами ABTS, DPPH и FRAP. Наибольшей антиоксидантной активностью обладает психрофильная микроводоросль Skeletonema pseudocostatum. Наличие антиоксидантных свойств у психрофильных микроводорослей и цианобактерий открывает перспективы их использования в практических целях.

1. Coulombier, N., Nicolau, E., Le Déan, L., Antheaume, C., Jauffrais, T., Lebouvier, N. (2020). Impact of light intensity on antioxidant activity of tropical microalgae. Marine Drugs, 18(2), Article 122. https://doi.org/10.3390/md18020122

2. Coulombier, N., Blanchier, P., Le Dean, L., Barthelemy, V., Lebouvier, N., Jauffrais, T. (2021). The effects of CO2-induced acidification on Tetraselmis biomass production, photophysiology and antioxidant activity: A comparison using batch and continuous culture. Journal of Biotechnology, 325, 312–324. https://doi.org/10.1016/j.jbiotec.2020.10.005

3. Coulombier, N., Nicolau, E., Le Déan, L., Barthelemy, V., Schreiber, N., Brun, P. et al. (2020). Effects of nitrogen availability on the antioxidant activity and carotenoid content of the microalgae Nephroselmis sp. Marine Drugs, 18(9), Article 453. https://doi.org/10.3390/md18090453

4. Oleinik, G., Dario, P. P., de Morais Gasperin, K., Benvegnú, D. M., Lima, F. O., Soares, L. C. et al. (2022). In vitro antioxidant extracts evaluation from the residue of the Hevea brasiliensis seed. Scientific Reports, 12, Article 480. https://doi.org/10.1038/s41598–021–04017-w

5. Gao, J., Lin, L., Sun, B., Zhao, M. (2017). A comparison study on polysaccharides extracted from Laminaria japonica using different methods: structural characterization and bile acid-binding capacity. Food and Function, 8(9), 3043–3052. https://doi.org/10.1039/C7FO00218A

6. Wang, M., Chen, S., Zhou, W., Yuan, W., Wang, D. (2020). Algal cell lysis by bacteria: a review and comparison to conventional methods. Algal Research, 46, Article 101794. https://doi.org/10.1016/j.algal.2020.101794

7. Gomes, T. A., Zanette, C. M., Spier, M. R. (2020). An overview of cell disruption methods for intracellular biomolecules recovery. Preparative Biochemistry and Biotechnology, 50(7), 635–654. https://doi.org/10.1080/10826068.2020.1728696

8. Wei, S., Li, Y., Zhan, J., Wang, S., Zhu, J. (2012). Tolerant mechanisms of Rorippa globosa (Turcz.) Thell. hyperaccumulating Cd explored from root morphology. Bioresource Technology, 118, 455–459. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.05.049

9. Muylaert, K., Bastiaens, L., Vandamme, D., Gouveia, L. Harvesting of microalgae: Overview of process options and their strengths and drawbacks. Chapter in a book: Microalgae-Based Biofuels and Bioproducts: From Feedstock Cultivation to End Products. Woodhead Publishing Series in Energy: Duxford, UK, 2017. https://doi.org/10.1016/B978–0–08–101023–5.00005–4

10. Лукьянов, В. А., Стифеев, А. И., Горбунова, С. Ю. (2013). Научно обоснованное культивирование микроводорослей. Вестник Курской государственной сельскохозяйственной академии, 9, 55–57.

11. Zhou, Q., Feng, F., Yang, Y., Zhao, F., Du, R., Zhou, Z. et al. (2018). Characterization of a dextran produced by Leuconostoc pseudomesenteroides XG5 from homemade wine. Journal of Biological Macromolecules, 107(B), 2234–2241. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2017.10.098

12. Mu, P., Plummer, D.T. (2001). Introduction to practical biochemistry. Tata McGraw-Hill Education: New York, NY, USA, 2001.

13. Guo, Q., Ai, L., Cui, S.W. (2018). Polysaccharide Extraction and Fractionation. Chapter in a book: Methodology for Structural Analysis of Polysaccharides. Springer: Cham, Switzerland, 2018. https://doi.org/10.1007/978–3–319–96370–9_2

14. Zheng, Y., Yang, G., Zhao, Z., Guo, T., Shi, H., Zhou, Y. et al. (2016). Structural analysis of ginseng polysaccharides extracted by EDTA solution. RSC Advances, 6(4), 2724–2730. https://doi.org/10.1039/C5RA22751H

15. Liang, Z., Li, W., Yang, S., Du, P. (2010). Extraction and structural characteristics of extracellular polymeric substances (EPS), pellets in autotrophic nitrifying biofilm and activated sludge. Chemosphere, 81(5), 626–632. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2010.03.043

16. Hegedus, A., Barbu-Tudoran, L., Druga, B., Coman, C., Nicoara, A., Nagy, T.S. et al. (2012). Desmodesmus communis (Chlorophyta) from Romanian freshwaters: coenobial morphology and molecular taxonomy based on the ITS2 of new isolates. Annals of the Romanian Society for Cell Biology, 17(1), 16–28.

17. Bobrov, Z., Tracton, I., Taunton, K., Mathews, M. (2008). Effectiveness of whole dried Dunaliella salina marine microalgae in the chelating and detoxification of toxic minerals and heavy metals. The Journal of Alternative and Complementary Medicine, 14, 8–9.

18. Boussiba, S. (2000). Carotenogenesis in the green alga Haematococcus pluvialis: cellular physiology and stress response. Physiologia Plantarum, 108(2), 111–117. https://doi.org/10.1034/j.1399–3054.2000.108002111.x

19. Cao, M., Kang, J., Gao, Y., Wang, X., Pan, X., Liu, P. (2020). Optimization of cultivation conditions for enhancing biomass, polysaccharide and protein yields of Chlorella sorokiniana by response surface methodology. Aquaculture Research, 51(6), 2456–2471. https://doi.org/10.1111/are.14589

20. Cardemil, L., Wolk, C. P. (1981). Polysaccharides from the envelopes of heterocysts and spores of the blue-green algae Anabaena variabilis and Cylindrospermum licheniforme. Journal of Phycology, 17(3), 234–240. https://doi.org/10.1111/j.1529–8817.1981.tb00845.x

21. Chakraborty, M., Miao, C., McDonald, A., Chen, S. (2012). Concomitant extraction of bio-oil and value added polysaccharides from Chlorella sorokiniana using a unique sequential hydrothermal extraction technology. Fuel, 95, 63–70. https://doi.org/10.1016/j.fuel.2011.10.05

22. Chen, X., Song, L., Wang, H., Liu, S., Yu, H., Wang, X. et al. (2019). Partial characterization, the immune modulation and anticancer activities of sulfated polysaccharides from filamentous microalgae Tribonema sp. Molecules, 24(2), Article 322. https://doi.org/10.3390/molecules24020322

23. Chen, Y., Liu, X., Wu, L., Tong, A., Zhao, L., Liu, B. et al. (2018). Physicochemical characterization of polysaccharides from Chlorella pyrenoidosa and its anti-ageing effects in Drosophila melanogaster. Carbohydrate Polymers, 185, 120–126. https://doi.org/10.1016/j.carbpol.2017.12.077

24. Chen, Y. Lin, H., Li, Z., Mou, Q. (2015). The anti-allergic activity of polyphenol extracted from five marine algae. Journal of Ocean University of China, 14(4), 681–684. https://doi.org/10.1007/s11802–015–2601–5

25. Chen, Y.-X., Liu, X.-Y., Xiao, Z., Huang, Y.-F., Liu, B. (2016). Antioxidant activities of polysaccharides obtained from Chlorella pyrenoidosa via different ethanol concentrations. International Journal of Biological Macromolecules, 91, 505–509. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2016.05.086

26. Conte, M. V., Pore, R. S. (1973). Taxonomic implications of Prototheca and Chlorella cell wall polysaccharide characterization. Archiv für Mikrobiologie, 92(3), 227–233. https://doi.org/10.1007/BF00411203

27. Costa, J. A. V., Lucas, B. F., Alvarenga, A. G. P., Moreira, J. B., de Morais, M. G. (2021). Microalgae polysaccharides: An overview of production, characterization, and potential applications. Polysaccharides, 2(4), 759–772. https://doi.org/10.3390/polysaccharides2040046

28. de Macedo Dantas, D. M., de Oliveira, C. Y. B., Costa, R. M. P. B., Carneiroda-Cunha, M. D. G., Gálvez, A. O. et al. (2019). Evaluation of antioxidant and antibacterial capacity of green microalgae Scenedesmus subspicatus. Food Science and Technology International, 25(4), 318–326. https://doi.org/10.1177/1082013218825024

29. de Jesus, C. S., de Jesus Assis, D., Rodriguez, M. B., Filho, J. A. M., Costa, J. A. V., de Souza Ferreira, E. et al. (2019). Pilot-scale isolation and characterization of extracellular polymeric substances (EPS) from cell-free medium of Spirulina sp. LEB-18 cultures under outdoor conditions International Journal of Biological Macromolecules, 124, 1106–1114. https://doi.org/10.1016/j.ijbiomac.2018.12.016

30. de Morais, M. G., da Silva Vaz, B., Greque de Morais, E. G., Costa, J. A. V. (2015). Biologically active metabolites synthesized by microalgae. BioMed Research International, 2015, Article 835761. https://doi.org/10.1155/2015/835761

31. Deamici, K. M., de Morais, M. G., Santos, L. O., Muylaert, K., Gardarin, C., Costa, J. A. V. et al. (2021). Static magnetic fields effects on polysaccharides production by different microalgae strains. Applied Sciences, 11(11), Article 5299. https://doi.org/10.3390/app11115299

32. Decamp, A., Michelo, O., Rabbat C., Laroche, C., Grizeau, D., Pruvost, J. et al. (2021). A new, quick, and simple protocol to evaluate microalgae polysaccharide composition. Marine Drugs, 19(2), Article 101. https://doi.org/10.3390/md19020101