Исследование морфологических признаков и параметров роста психрофильных микроводорослей и цианобактерий

В настоящее время широкий интерес приобрел вопрос получения комплекса биологически активных веществ из микроводорослей. Известно, что микроводоросли способны производить значительное количество экзополисахаридов. Целью данного исследования являлось изучение морфологических признаков и параметров роста психрофильных микроводорослей и цианобактерий для последующего получения экзополисахаридов. Морфологию микроводорослей рассматривали с помощью бинокулярной микроскопии. Параметры роста изучали с помощью спектрофотометрии, параметры культуральной среды выявляли с помощью рН-метрии. Были построены экспоненциальные графические зависимости, показывающие динамику и ожидаемую скорость роста микроводорослей. Определяли скорость роста и биосинтеза полисахаридов микроводорослей при изменении освещенности от 50 до 130 ммоль/м²/сек. Наибольший уровень количества клеток в фазе жизненного цикла — логарифмического роста составил до 0,8 для Scenedesmus obtusiusculus Chod IPPAS S-329. Уровень клеток варьировался также в фазе жизненного цикла — замедленного роста от 0,25 для Ankistrodesmus acicularis Korsch IPPAS А-218 до 1,8 для Scenedesmus obtusiusculus Chod IPPAS S-329. Микроводоросли показали высокий уровень накопления биомассы в алкалофильных условиях. Эукариотические водоросли активно фотосинтезировали с рН более 8,0 и температурой 30 °C. Максимальная активность на уровне лаг-фазы роста рН 3,0/3,2 для C-1509 Nannochloris sp. Naumann составляет 100%. Микроводоросль C-1509 Nannochloris sp. Naumann показала высокий уровень накопления биомассы в алкалофильных условиях, они фотосинтезировали при рН более 8,0 и температуре 30 °C. Доказано, что нейтрофилы могут расти при pH ниже 3,0, это соответствует результатам экспериментов с коллекционными штаммами микроводорослей, с продуктивностью по биомассе 27,3%. При щелочном рН 8,3-9,0 продуктивность по биомассе снижалась с 46,0 до 37,2%. Особый интерес представляет то, что при щелочных значениях рН 7,5 и 8,0 продуктивность микроводорослей по биомассе увеличилась, что указывает на оптимальные условия роста в этом узком диапазоне pH. Способность микроводорослей продуцировать экзополисахариды открывает перспективы их использования в практических целях.

1. Rizwan, M., Mujtaba, G., Memon, S. A., Lee, K., Rashid, N. (2018). Exploring the potential of microalgae for new biotechnology applications and beyond: A review. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 92, 394-404. https://doi.org/10.1016/j.rser.2018.04.034

2. Villarruel-Lopez, A., Ascencio, F., Nuno, K. (2017). Microalgae, a potential natural functional food source — A review. Polish Journal of Food and Nutrition Sciences, 67(4), 251-263. https://doi.org/10.1515/pjfns-2017-0017

3. Sprague, M., Betancor, M. B., Tocher, D. R. (2017). Microbial and genetically engineered oils as replacements for fish oil in aquaculture feeds. Biotechnology Letters, 39(11), 1599-1609. https://doi.org/10.1007/s10529-017-2402-6

4. Ferreira, G. F., Ri'os Pinto, L. F., Maciel Filho, R., Fregolente, L. V. (2019). A review on lipid production from microalgae: Association between cultivation using waste streams and fatty acid profiles. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 109, 448-466. https://doi.org/10.1016/j.rser.2019.04.052

5. Scharff, C., Domurath, N., Wensch-Dorendorf, M., Schroder, F.-G. (2017). Effect of different photoperiods on the biochemical profile of the green algae C. vulgaris and S. obliquus. Acta Horticulturae, 1170, 1149-1156. https://doi.org/10.17660/ActaHortic.2017.1170.148

6. Borowitzka, M. A. (2013). High-value products from microalgae — their development and commercialization. Journal of Applied Phycology, 25(3), 743-756. https://doi.org/10.1007/s10811-013-9983-9

7. Suganya. T., Varman, M., Masjuki, H. H., Renganathan, S. (2016). Macroalgae and microalgae as a potential source for commercial applications along with biofuels production: A biorefinery approach. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 55, 909-941. https://doi.org/ 10.1016/j.rser.2015.11.026

8. Santiago-Morales, I. S., Trujillo-Valle, L., Marquez-Rocha, F. J., Hernandez, J.F.L. (2018). Tocopherols, phycocyanin and superoxide dismutase from microalgae: As potential food antioxidants. Applied Food Biotechnology, 5(1), 19-27. https://doi.org/10.22037/afb.v5i1.17884

9. Hu, J., Nagarajan, D., Zhang, Q., Chang, J.-S., Lee, D.-J. (2018). Heterotrophic cultivation of microalgae for pigment production: A review. Biotechnology Advances, 36(1), 54-67. https://doi.org/10.1016/j.bio-techadv.2017.09.009

10. Mazumdar, N., Novis, P. M., Visnovsky, G., Gostomski, P. A. (2019). Effect of nutrients on the growth of a new alpine strain of Haematococcus (Chlorophyceae) from New Zealand. Phycological Research, 67(1), 21-27. https://doi.org/10.1111/pre.12344

11. Mantzorou, A., Ververidis, F. (2019). Microalgal biofilms: A further step over current microalgal cultivation techniques. Science of the Total Environment, 651, 3187-3201. https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2018.09.355

12. Nguyen, H. C., Su, C.-H., Yu, Y.-K., Huong, D. T. M. (2018). Sugarcane bagasse as a novel carbon source for heterotrophic cultivation of oleaginous microalga Schizochytrium sp. Industrial Crops and Products, 121, 99-105. https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2018.05.005

13. Lafarga, T. (2019). Cultured microalgae and compounds derived thereof for food applications: Strain selection and cultivation, drying, and processing strategies. Food Reviews International, 36(6), 559-583. https://doi.org/10.1080/87559129.2019.1655572

14. Li, Z., Li, Y., Zhang, X., Tan, T. (2015). Lipid extraction from non-broken and high water content microalgae Chlorella spp. by three-phase partitioning. Algal Research, 10, 218-223. https://doi.org/10.1016/j.al-gal.2015.04.021

15. Zhao, G., Chen, X., Wang, L. Zhou, S., Feng, H., Chen, W. N. et al. (2013). Ultrasound assisted extraction of carbohydrates from microalgae as feedstock for yeast fermentation. Bioresource Technology, 128, 337-344. https://doi.org/10.1016/j.biortech.2012.10.038

16. Bleakley, S., Hayes, M. (2017). Algal proteins: extraction, application, and challenges concerning production. Foods, 6(5), Article 33, 1-34. https://doi.org/10.3390/foods6050033

17. Chen, J., Li, J., Dong, W., Zhang, X., Tyagi, R. D., Drogui, P. et al. (2018). The potential of microalgae in biodiesel production. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 90, 336-346. https://doi.org/10.1016/j.rser.2018.03.073

18. Su, Y., Song, K., Zhang, P. Su, Y., Cheng, J., Chen, X. (2017). Progress of microalgae biofuel's commercialization. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 74, 402-411. https://doi.org/10.1016/j.rser.2016.12.078

19. Amorim, M. L., Soares, J., Coimbra, J. S. D. R., Leite, M. D O., Albino, L. F. T., Martins, M. A. (2020). Microalgae proteins: Production, separation, isolation, quantification, and application in food and feed. Critical Reviews in Food Science and Nutrition, 61(12), 1976-2002. https://doi.org/10.1080/10408398.2020.1768046

20. Phong, W. N., Show, P. L., Ling, T. C., Juan, J. C., Ng, E.-P., Chang, J.-S. (2018). Mild cell disruption methods for bio-functional proteins recovery from microalgae — Recent developments and future perspectives. Algal Research, 31, 506-516. https://doi.org/10.1016/j.algal.2017.04.005

21. Zielinski, D., Fraczyk, J., Debowski, M., Zielinski, M., Kaminski, Z., Kregiel, D. et al. (2020). Biological activity of hydrophilic extract of Chlorella vulgaris grown on post-fermentation leachate from a biogas plant supplied with stillage and maize silage. Molecules, 25(8), Article 25081790. https://doi.org/10.3390/molecules25081790

22. Frazzini, S., Scaglia, E., Dell'anno, M., Reggi, S., Panseri, S., Giromini, C. et al. (2022). Antioxidant and antimicrobial activity of algal and cyanobacterial extracts: An in vitro study. Antioxidants, 11, Article 992. https://doi.org/10.3390/antiox11050992

23. Селиванова, Е. А., Игнатенко, М. Е., Немцева, Н. В. (2014). Антагонистическая активность новых штаммов зеленых микроводорослей Журнал микробиологии эпидемиологии и иммунобиологии, 4, 72-76.

24. Pina-Perez, M. C., Rivas, A., Martinez, A., Rodrigo, D. (2017). Antimicrobial potential of macro and microalgae against pathogenic and spoilage microorganisms in food. Food Chemistry, 235, 34-44. https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2017.05.033

25. Singh, M., Singh, S., Prasad, S., Gambhir, I. (2008). Nanotechnology in medicine and antibacterial effect of silver nanoparticles. Digest Journal of Nanomaterials and Biostructures, 3(3), 115-122.

26. Ru, I. T. K., Sung, Y. Y., Jusoh, M., Wahid, M. E. A., Nagappan, T. (2020). Chlorella vulgaris: a perspective on its potential for combining high biomass with high value bioproducts. Applied Phycology, 1(1), 1-10. https://doi.org/10.1080/26388081.2020.1715256

27. Mostafa, S. M. S. (2012). Microalgal biotechnology: Prospects and applications. Chapter in a book: Plant Science. London, UK: IntechOpen Ltd, 2012. https://doi.org/10.5772/53694

28. Ahmad, M. T., Shariff, M., Yusoff, F. M., Goh, Y. M., Banerjee, S. (2018). Applications of microalga Chlorella vulgaris in aquaculture. Reviews in Aquaculture, 1, 1-19. https://doi.org/10.1111/raq.12320

29. Safi, C., Zebib, B., Merah, O., Pontalier, P.-Y., Vaca-Garcia, C. (2014). Morphology, composition, production, processing and applications of Chlorella vulgaris: A review. Renewable and Sustainable Energy Reviews, 35, 265-278. https://doi.org/10.1016/j.rser.2014.04.007

30. Tabarsa, M., Shin, I. S., Lee, J. H., Surayot, U., Park, W., You, S. (2015). An immune-enhancing water-soluble a glucan from Chlorella vulgaris and structural characteristics. Food Science and Biotechnology, 24(6), 19331941. https://doi.org/10.1007/s10068-015-0255-0

31. Scott, A. M., Beller, E., Glasziou, P., Clark, J., Ranakusuma, R. W., Byambasuren, O. et al. (2018). Is antimicrobial administration to food animals a direct threat to human health? A rapid systematic review. International Journal of Antimicrobial Agents, 52(3), 316-323. https://doi.org/10.1016/j.ijantimicag.2018.04.005

32. Sharma, C., Rokana, N., Chandra, M., Singh, B. P., Gulhane, R. D., Gill, J. P. S. et al. (2018). Antimicrobial resistance: Its surveillance, impact, and alterative management strategies in dairy animals. Frontiers in Veterinary Science, 4(JAN), Article 237. https://doi.org/10.3389/fvets.2017.00237

33. Caprarulo, V., Hejna, M., Giromini, C., Liu, Y., Dell'Anno, M., Sotira, S. et al. (2020). Evaluation of dietary administration of chestnut and quebracho tannins on growth, serum metabolites and fecal parameters of weaned piglets. Animals, 10(11), Article 1945. https://doi.org/10.3390/ani10111945

34. Ricky, R., Chiampo, F., Shanthakumar, S. (2022). Efficacy of ciprofloxacin and amoxicillin removal and the effect on the biochemical composition of chlorella vulgaris. Bioengineering, 9(4), Article 134. https://doi.org/10.3390/bioengineering9040134

35. Rathi Bhuvaneswari, G., Shukla, S. P., Makesh, M., Thirumalaiselvan, S., Arun Sudhagar, S., Kothari, D. C. et al. (2013). Antibacterial activity of spirulina (arthospira platensisgeitler) against bacterial pathogens in aquaculture. The Israeli Journal of Aquaculture — Bamidgeh, 932(8), 1-8.

36. Salido, J., Sanchez, C., Ruiz-Santaquiteria, J., Cristobal, G., Blanco, S., Bueno, G. (2020). A low-cost automated digital microscopy platform for automatic identification of diatoms. Applied Sciences, 10, Article 6033. https://doi.org/10.3390/app10176033

37. Mu, P., Plummer, D.T. (2001). Introduction to practical biochemistry. Chapter in a book: Tata McGraw-Hill Education: New York, NY, USA, 2001.

38. Erbland, P., Caron, S., Peterson, M., Alyokhin, A. (2020). Design and performance of a low-cost, automated, large-scale photobioreactor for microalgae production, Aquacultural Engineering, 90, Article 102103. https://doi.org/10.1016/j.aquaeng.2020.102103

39. Eilertsen, H. C., Eriksen, G. K., Bergum, J.-S., Stromholt, J., Elvevoll, E., Eilertsen, K.-E. et al. (2022). Mass cultivation of microalgae: I. Experiences with vertical column airlift photobioreactors, diatoms and CO2 sequestration. Applied Sciences, 12, Article 3082. https://doi.org/10.3390/app12063082

40. Барский, Е, Л., Лебедева, А. Ф., Саянина, Я.В. (1999). Изменения окислительно-восстановительного потенциала среды культивирования бактерий Pseudomonas diminuta, устойчивых к тяжелым металлам: связь с высвобождением металлотионеиноподобных белков из клеток. Вестник Московского Университета. Серия 16: Биология, 2, 11-15.

41. Maeda, K, Owada, M, Kimura, N, Omata, K, Karube, I. (1995). CO2 fixation from flue gas on coal fired thermal power plant by microalgae. Energy Conversion and Management, 36(6-9), 717-720. https://doi.org/10.1016/0196-8904(95)00105-M

42. Darias, J., Rovirosa, J., San Martin, A., Di'az, A.-R., Dorta, E., Cueto, M. (2001). Furoplocamioids A-C, novel polyhalogenated furanoid monoterpenes from plocamium cartilagineum. Journal of Natural Products, 64(11), 1383-1387. https://doi.org/10.1021/np010297u

43. Barreto, M., Meyer, J. J. M. (2006). Isolation and antimicrobial activity of a lanosol derivative from osmundaria serrata (rhodophyta) and a visual exploration of its biofilm covering. South African Journal of Botany, 72(4), 521-528. https://doi.org/10.1016/j.sajb.2006.01.006

44. Kavita, K., Singh, V. K., Jha, B. (2014). 24-Branched Д5 sterols from laurencia papillosa red seaweed with antibacterial activity against human pathogenic bacteria. Microbiological Research, 169(4), 301-306. https://doi.org/10.1016/j.micres.2013.07.002

45. dos Santos Amorim, R.N., Rodrigues, J.A.G., Holanda, M.L., Ouindere, A. L. G., de Paula, R. C. M., Melo, V. M. M. et al. (2012). Antimicrobial effect of a crude sulfated polysaccharide from the red seaweed gracilaria ornata. Brazilian Archives of Biology and Technology, 55(2), 171-181. https://doi.org/10.1590/S1516-89132012000200001

46. Abdel-Moneim, A.-M. E., El-Saadony, M. T., Shehata, A. M., Saad, A. M., Aldhumri, S. A., Ouda, S.M. et al. (2022). Antioxidant and antimicrobial activities of spirulina platensis extracts and biogenic selenium nanoparticles against selected pathogenic bacteria and fungi. Saudi Journal of Biological Sciences, 29(2), 1197-1209. https://doi.org/10.1016/j.sjbs.2021.09.046